کارایی فتوسنتزی و عملکرد دانه دو رقم گندم (Triticum aestivum L.) طی بروز تنش خشکی تحت کاربرد خارجی تیمارهای سیتوکینین و آبسیزیک‌اسید

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 استادیار گروه زیست‌شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه یزد، یزد، ایران.

2 استاد گروه علوم گیاهی، دانشکده علوم زیستی، دانشگاه خوارزمی، تهران، ایران.

3 استادیار موسسه بیوتکنولوژی و کشاورزی کرج (ABRI)، کرج، ایران.

4 استادیار گروه علوم گیاهی، دانشکده علوم زیستی، دانشگاه خوارزمی، تهران، ایران.

چکیده

علیرغم برخی کارکردهای مخالف همدیگر، هورمون‌ها نقش‌های مهمی در پاسخ گیاهان به تنش‌های محیطی بازی می‌کنند. بدین منظور در بررسی انجام‌شده، تأثیر کاربرد خارجی هورمون‌های سیتوکینین و آبسیزیک‌اسید- دو هورمون با عملکرد مخالف یکدیگر- و نیز ترکیب این دو هورمون بر محتوای نسبی آب، شاخص‌های فتوشیمیایی و هدایت روزنه‌ای در برگ پرچم دو رقم گندم نان متحمل (پیشگام) و حساس (MV-17) به تنش خشکی در رابطه عملکرد دانه این دو رقم در شرایط مزرعه در قالب طرح بلوک‌های کامل تصادفی با سه تکرار در دو سطح آبیاری کامل و بروز تنش خشکی طی مرحله بعد از گرده‌افشانی ارزیابی و مقایسه گردید. درحالی‌که قطع آبیاری سبب کاهش معنی‌دار بیشتر محتوای نسبی آب، عملکرد کوانتومی فتوسیستم II، شاخص خاموش‌سازی فتوشیمیایی، هدایت روزنه‌ای و مزوفیلی، نرخ فتوسنتز و کارایی استفاده آب فتوسنتزی و نیز افزایش بیشتر خاموش‌سازی غیرفتوشیمیایی و غلظت دی‌اکسید کربن زیرروزنه‌ای در رقم حساس نسبت به رقم متحمل شد، ترکیب دو هورمون سبب بیشترین افزایش معنی‌دار محتوای نسبی آب، عملکرد کوانتومی فتوسیستم II، شاخص‌های خاموش‌سازی فتوشیمیایی و غیرفتوشیمیاییو نیز حداکثر عملکرد کوانتومی فتوسیستم IIبه‌ویژه در رقم متحمل شد. آبسیزیک‌اسید بهترین تیمار هورمونی در کاهش تبادلات گازی در جهت مقابله با خشکی بود درحالی‌که ترکیب دو هورمون، نرخ فتوسنتز و کارایی استفاده آب فتوسنتزی را به‌ویژه در رقم حساس افزایش داد. افت شاخص‌ عملکرد دانه که در هر دو رقم طی بروز تنش خشکی مشاهده شد، طی تیمار ترکیبی سیتوکینین و آبسیزیک‌اسید و به‌ویژه در رقم حساس افزایش نشان داد. در یک نتیجه‌گیری کلی رقم حساس توانست در افزایش کارایی فتوسنتزی و عملکرد دانه سود بیشتری از تیمارهای هورمونی به‌ویژه برهمکنش دو هورمون سیتوکینین و آبسیزیک‌اسید ببرد.

کلیدواژه‌ها


Ahmadi, A., Siosemardeh, A., 2005. Investigation on the physiological basis of grain yield and drought resistance in wheat: leaf photosynthetic rate, stomatal conductance and non stomatal limitation. International journal of Agriculture and Biology. 7, 807-811.

Alvarez, S., Marsh, E.L., Schroeder, S.G., Schachtman, D.P., 2008. Metabolomic and proteomic changes in the xylem sap of maize under drought. Plant, Cell and Environment. 31, 325-340.

Bilger, W., Bjorkman, O., 1990. Role of the xanthophyll cycle in photoprotection elucidated by measurements of light-induced absorbance changes, fluorescence and photosynthesis in leaves of Hedera canariensis. Photosynthesis Research. 25, 173-185.

Caruso, G., Cavaliere, C., Foglia, P., Gubbiotti, R., Samperi, R., Lagana, A., 2009. Analysis of drought responsive proteins in wheat (Triticum durum) by 2D-PAGE and MALDI-TOF mass spectrometry. Plant Science. 177, 570–576.

Chaves, M.M., Oliveira, M.M., 2004.  Mechanisms underlying plant resilience to water deficits: prospects for water-saving agriculture. Journal of Experimental Botany. 55, 2365-2384.

Chaves, M.M., Maroco, J.P., Periera, J.S., 2003. Understanding plant responses to drought from genes to the whole plant. Functional of Plant Biology. 30, 239-264.

Cornic, G., Fresneau, C., 2002. Photosynthetic carbon reduction and carbon oxidation cycles are the main electron sinks forPhotosystem II activity during a mild drought. Annals of Botany. 89, 887-894.

Dall’Osto, L., Fiore, A., Cazzaniga, S., Giuliano, G., Bassi, R., 2007. Different roles of a- and b-branch xanthophylls in photosystem assembly and photoprotection. Journal of Biological Chemistry. 282, 35056-36068.

 Demming-Adams, B., Adams, W.W., 1996. Xanthophyll cycle and light stress in nature: uniform response to excess direct sunlight among higher plant species. Planta.198, 460-470.

Fischer, R A., Rees, D., Sayre, K.D., Lu, Z.M., Candon, A.G., Saaverda, A.L., 1998. Wheat yield progress associated with higher stomatal conductance and photosynthetic rate, and cooler canopies. Crop Science. 38, 1467-1475.

Genty, B., Briantais, J.M., Baker, N.R., 1989. The relationship between the quantum yield of photosynthetic electron transport and quenching of chlorophyll fluorescence. Biochimica et Biophysica Acta.990, 87-92.

Ghassemian, M., Lutes, J., Hur-Song, C., Lange, I., Chen, W., Zhu, T., Wang, X., Lange, M., 2008. Abscisic acid-induced modulation of metabolic and redox control pathways in Arabidopsis thaliana. Phytochemistry. 69, 2899-2911.

Khanna-Chop, R., Selote, D.S., 2007. Acclimation to drought stress generates oxidative stress tolerance in drought-resistant than-susceptible wheat cultivar under field conditions. Environmental and Experimental Botany. 60, 276-283.

Liang, J., Zhang, J., Cao, X., 2001. Singlet oxygen and photo-oxidative stress management in indica-japonica rice (Oryza sativa) hybrids. Physiologiae Plantarum. 112, 470-77. 

Lu, S., Su, W., Li, H., Guo, Z., 2009. Abscisic acid improves drought tolerance of triploid bermudagrass and involves H2O2- and NO-induced antioxidant enzyme activities. Plant, Cell and Environment. 31, 325-340.

Lu, C., Zhang, J., 1999. Effects of water stress on photosystem II photochemistry and its thermo stability in wheat plants. Journal of Experimental Botany.50, 1199-1206.

Mafakheri, A., Siosemardeh, A., Bahramnejad, B., Struik, P.C., Sohrabi, Y., 2010. Effect of drought stress on yield, proline and chlorophyll contents in three chickpea cultivars. Australian Journal of Crop Science. 4, 580-585.

Massacci, A., Nabiev, S.M., Pietrosanti, L., Nematov, S.K., Chernikova, T.N., Leipner, J., 2008. Response of the photosynthetic apparatus of cotton (Gossypium hirsutum) to the onset of drought stress under field conditions studied by gas-exchange analysis and chlorophyll fluorescence imaging. Plant Physiology and Biochemistry.46,189-195.

Pospisilova, J., Vagner, M., Malbeck, J., Travnickova, A., Batkova, P., 2005. Interactions between abscisic acid and cytokinins during water stress and subsequent rehydration. Biologia Plantarum. 49,533-540.

Pospisilova, J., 2003. Participation of phytohormones in the stomatal regulation of gas exchange during water stress. Biologia Plantarum. 46, 491-506.

Schachtman, D.P., Goodger, J.Q., 2008. Chemical root to shoot signaling under drought. Trends in Plant Science. 13, 281-287.

Subrahmanyam D., Subash, Y.S., Haris, A., Sikka, A.K., 2006. Influence of water stress on leaf photosynthetic characteristics in wheat cultivars differing in their susceptibility to drought.Photosynthetica.44, 125-129.

Terzi, R., Saglam A., Kutlu, N., Nar, H., Kadioglu, A., 2010. Impact of soil drought stress on photochemical efficiency of photosystem II and antioxidant enzyme activities of Phaseolus vulgaris cultivars. Turkish Journal of Botany. 34, 1-10.

Turner, N.C., 2004. Sustainable production of crops and pastures under drought in a Mediterranean environment. Annals of Applied Biology. 144, 139-147.

Turner, N.C., 1981. Techniques and experimental approaches for the measurement of plant water stress. Plant Soil. 58, 339-366.

Valliyodan, B., Nguyen, H.T., 2006. Understanding regulatory networks and engineering for enhanced drought tolerance in plants. Current Opinion in Plant Biology. 9,189-195.

wang, Z., Cao, W., Dai, T., Zhou, Q., 2001. Effects of exogenous hormones on floret development and grain set in wheat. Plant Growth Regulation. 40, 201-205.

Werner, T., Schmulling, T., 2009. Cytokinin action in plant development. Current Opinion in Plant Biology. 12, 527-538.

Yang, X., Chen, X., Ge, Q., Li, B., Tong, Y., Zhang, A., Li, Z., Kuang, T., Lu, C., 2006. Tolerance of photosynthesis to photoinhibition, high temperature and drought stress in flag leaves of wheat: A comparison between a hybridization line and its parents grown under field conditions. Plant Science. 171, 389-397. 

Zhang,Y.J., Zhao, C.J., Lui, L.Y., Wang, J.H., Wang, R.C., 2005. Chlorophyll fluorescence detected passively by difference reflectance spectra of wheat (Triticum aestivum L.) leaf. Journal of Integrative Plant Biology.47, 1228-1235.